NAD et mitochondries : mécanismes cachés de la production d'énergie cellulaire

Le déséquilibre du NAD et les problèmes mitochondriaux conduisent ensemble à Plus de 40 maladies majeures , dont le diabète de type 2, le cancer et la maladie d'Alzheimer. Ces minuscules centrales énergétiques cellulaires produisent la majeure partie de l'ATP dans les cellules eucaryotes. Elles fonctionnent comme des moteurs qui font fonctionner notre corps. Les molécules de NAD jouent un rôle crucial dans les mitochondries. Elles permettent la production d'énergie, contribuent à la dégradation des acides aminés et au stockage du calcium.

Les niveaux de NAD et la santé mitochondriale entretiennent une relation complexe. Le pool mitochondrial de NAD fonctionne de manière autonome, indépendamment du NAD cytoplasmique. Il maintient Les rapports NAD/NADH sont compris entre 7 et 8 , tandis que les rapports cytoplasmiques peuvent varier de 60 à 700. Les mitochondries agissent comme tampons grâce à cette compartimentation biologique du NAD. Elles maintiennent leur équilibre NAD/NADH même lorsque les autres parties de la cellule sont faibles. La distribution du NAD varie selon les types de cellules. Les myocytes cardiaques contiennent 70 % du pool de NAD, tandis que les hépatocytes et les astrocytes n'en contiennent que 30 à 40 %.

Les mammifères présentent des concentrations cellulaires de NAD comprises entre 300 et 800 μM, selon le type de tissu. Des études récentes montrent qu'une disponibilité limitée en NAD affecte le fonctionnement des mitochondries et la santé cellulaire globale. Cet article examine la collaboration entre le NAD et les mitochondries. Il aborde la production d'énergie, l'organisation du pool de NAD, les mécanismes de contrôle et la manière dont les intermédiaires du NAD pourraient contribuer à améliorer la santé mitochondriale.

Le NAD comme cofacteur redox dans le métabolisme mitochondrial

Le nicotinamide adénine dinucléotide (NAD) agit comme une coenzyme redox essentielle au métabolisme mitochondrial. Il agit à la fois comme transporteur d'énergie et comme cofacteur enzymatique. La commutation constante entre les formes oxydée (NAD+) et réduite (NADH) crée une paire redox vitale qui contrôle de nombreuses voies métaboliques au sein des mitochondries. ^[1] .

Cycle NAD/NADH dans le cycle TCA

Le cycle de l'acide tricarboxylique (ATC), également appelé cycle de Krebs, est un point central où le NAD+ agit comme coenzyme pour plusieurs enzymes limitantes. À chaque tour de cycle, le NAD+ absorbe des électrons et des protons provenant de substrats métaboliques et se transforme en NADH. ^[2] . Ce cycle redox se produit à trois étapes enzymatiques importantes :

1. Isocitrate déshydrogénase (IDH3) - catalyse la décarboxylation oxydative de l'isocitrate en α-cétoglutarate

2. α-cétoglutarate déshydrogénase (KGDH) - convertit l'α-cétoglutarate en succinyl-CoA

3. Malate déshydrogénase (MDH2) - oxyde le malate en oxaloacétate

Le cycle TCA transforme quatre molécules de NAD+ en NADH en utilisant une seule molécule de pyruvate dans des conditions aérobies ^[2] . Le NAD+ devient également du NADH lors de la décarboxylation du pyruvate par le complexe pyruvate déshydrogénase (PDH) ^[2] .

Le Rapport NAD+/NADH à l’intérieur des mitochondries reste généralement entre 7 et 8, ce qui est bien inférieur au rapport cytosolique qui peut aller jusqu'à 700 ^[3] . Cet environnement redox unique montre les fonctions métaboliques spécialisées des mitochondries et la séparation des pools de NAD dans les cellules eucaryotes ^[3] .

Un bon rapport NAD+/NADH est essentiel au bon fonctionnement des mitochondries. Le NAD+ active les enzymes TCA tandis que le NADH les bloque. ^[4] . Tout déséquilibre peut gravement perturber le métabolisme mitochondrial. On le constate lorsque la chaîne de transport d'électrons (CTE) rencontre des problèmes au niveau du complexe I ou du complexe IV : les taux de NADH mitochondrial augmentent brutalement, créant des conditions qui interrompent l'activité du cycle du TCA. ^[4] .

Rendement en ATP issu de l'oxydation du NADH

Le NADH mitochondrial cède des électrons à l'ETC, déclenchant ainsi une chaîne de réactions redox qui produisent l'ATP. Ce processus débute lorsque le NADH cède ses électrons au complexe I (NADH déshydrogénase). Ces électrons traversent le mononucléotide de flavine et les agrégats fer-soufre avant d'atteindre l'ubiquinone (coenzyme Q10). ^[5] .

Le complexe I utilise l'énergie de ces réactions redox pour pousser quatre protons de la matrice mitochondriale dans l'espace intermembranaire ^[5] . Les électrons traversent ensuite le complexe III (coenzyme Q-cytochrome c oxydoréductase) et le complexe IV (cytochrome c oxydase). Ces complexes pompent davantage de protons, créant un gradient électrochimique à travers la membrane mitochondriale interne. ^[2] .

Les protons, refluant dans la matrice via la F0F1-ATP synthase, utilisent ce gradient pour produire de l'ATP. Ceci relie le mouvement des électrons du NADH vers l'oxygène à la production d'ATP. ^[5] . Chaque oxydation de molécule de NADH pousse environ 10 protons à travers la membrane ^[5] .

Étant donné que la fabrication d’une molécule d’ATP nécessite quatre protons, chaque NADH devrait produire 2,5 molécules d'ATP (10 protons ÷ 4 protons par ATP) ^[6] . De nouveaux calculs suggèrent que ce rapport est plus proche de 2,3 ATP par NADH, sur la base d'un rapport proton/ATP de 13:3. ^[6] .

L'oxydation du glucose par glycolyse, oxydation du pyruvate et cycle TCA produit 10 molécules de NADH. Avec 2,5 ATP par NADH, cela ajoute environ 25 ATP à la production d'énergie cellulaire. ^[6] . Combinée à l'ATP provenant d'autres sources, l'oxydation complète d'une molécule de glucose donne 30 à 32 molécules d'ATP ^[5] .

Des scientifiques ont découvert le mécanisme d'importation du NAD+ mitochondrial. La protéine SLC25A51 transporte le NAD+ oxydé dans la matrice mitochondriale et contribue au maintien de la respiration cellulaire. ^[1] . Ce système de transport maintient les niveaux de NAD+ à l’intérieur des mitochondries, ce qui maintient l’équilibre redox nécessaire à une production d’énergie optimale.

Compartimentation des pools de NAD dans les cellules eucaryotes

Les cellules eucaryotes utilisent une stratégie sophistiquée pour organiser leurs molécules de NAD. Ces molécules ne se contentent pas de flotter librement : elles sont soigneusement réparties dans différentes parties de la cellule. Cette organisation permet aux cellules de contrôler leurs activités métaboliques avec une précision remarquable. ^[7] .

Rapports NAD/NADH mitochondrial et cytoplasmique

Les mitochondries et le cytoplasme présentent des différences frappantes dans leurs états redox NAD, ce qui reflète leurs rôles métaboliques uniques. La plupart des cellules eucaryotes parviennent à conserver leur état mitochondrial. Rapports NAD+/NADH à 7 à 8, tandis que les rapports cytoplasmiques varient de 60 à 700 ^[8] . Ces chiffres soulignent que chaque compartiment a besoin de son propre environnement redox spécifique.

Les scientifiques ont mesuré différentes concentrations de NAD dans différents compartiments cellulaires. Grâce à des biocapteurs fluorescents semi-synthétiques, ils ont découvert que les cellules U2OS contiennent environ 70 μM de NAD+ cytoplasmique, 110 μM de NAD+ nucléaire et 90 μM de NAD+ mitochondrial. ^[9] . Des études sur le NAD+ cytosolique libre dans diverses lignées cellulaires comme HEK293T, NIH/3T3 et HeLa montrent des niveaux compris entre 40 et 70 μM ^[9] .

Les types de cellules présentent une variation remarquable dans leur distribution cellulaire totale de NAD :

• Myocytes cardiaques : 70 % mitochondriaux (10,0 ± 1,8 nmol/mg de protéines) ^[8]

• Neurones : 50 % mitochondriaux (4,7 ± 0,4 nmol/mg de protéines) ^[8]

• Hépatocytes : 30 à 40 % mitochondriaux ^[8]

• Astrocytes : 30-40 % mitochondriaux (3,2±1,0 nmol/mg de protéines) ^[8]

Ces variations correspondent aux besoins de chaque type de cellule en matière de phosphorylation oxydative ^[8] . Les myocytes cardiaques, avec leurs besoins énergétiques élevés, ont une part plus importante de NAD mitochondrial.

Des scientifiques ont découvert que la matrice mitochondriale contient bien plus de NAD qu'ils ne le pensaient initialement. Des calculs récents indiquent concentrations de NAD dans la matrice mitochondriale d'environ 245,6 μM , ce qui équivaut à 2053 pmol NAD+/mg de protéine mitochondriale ^[1] . Certains chercheurs pensent que ces concentrations pourraient atteindre 3 à 4 mM, ce qui est important car cela signifie que les concentrations de NAD dans la cellule entière de 300 à 1 000 μM ^[1] .

Isolement du NAD mitochondrial lors de la déplétion cytoplasmique

Les mitochondries font preuve d'une résilience remarquable dans la protection de leur réserve de NAD. Elles peuvent préserver leurs niveaux de NAD jusqu'à 3 jours, même en cas de chute drastique du taux cytoplasmique de NAD. ^[8] . Ce mécanisme de protection aide à préserver la production d'énergie de la cellule lorsque les niveaux de NAD chutent ailleurs ^[7] .

Le membrane mitochondriale joue un rôle crucial dans la séparation des pools de NAD en limitant le mouvement du NAD et de ses précurseurs. Contrairement aux levures et aux plantes, les mammifères ne possédaient pas de transporteur mitochondrial de NAD+ jusqu'à récemment. ^[10] . Les scientifiques ont désormais identifié SLC25A51 comme transporteur de NAD dans les mitochondries des mammifères, bien que son mécanisme de fonctionnement exact reste flou. ^[11] .

Les tests en laboratoire montrent que des concentrations externes élevées de NAD (5 à 10 mM) sont nécessaires pour augmenter la teneur en NAD de la matrice ^[1] . Ceci suggère que le transport normal dépend d'un gradient de concentration adéquat. Les mitochondries peuvent atténuer la déplétion en NAD en important du NMN, comme le montrent des expériences avec du NR marqué qui ont produit du NMN et du NAD doublement marqués dans des mitochondries isolées. ^[1] .

La séparation des pools de NAD a un objectif plus vaste que la simple compartimentation. Des recherches menées sur des cellules contenant des transporteurs NAD+ végétaux ( ATN2 ) ont révélé que le transfert de NAD+ du cytosol vers les mitochondries nuit à la croissance cellulaire et force le passage du métabolisme oxydatif à la fermentation glycolytique. ^[10] . Cela suggère que la perte des transporteurs mitochondriaux NAD chez les mammifères pourrait en fait être bénéfique.

Ces mécanismes aident les mitochondries à protéger leurs réserves essentielles de NAD pendant le stress, assurant une production d’énergie continue même lorsque d’autres parties de la cellule manquent de NAD.

Sirtuines mitochondriales et régulation dépendante du NAD

Le NAD agit comme cofacteur redox et sert de substrat essentiel aux protéines sirtuines. Ces enzymes dépendantes du NAD contrôlent de nombreux processus cellulaires par des modifications post-traductionnelles. Les sirtuines mitochondriales agissent comme des capteurs clés reliant la disponibilité du NAD à la régulation métabolique et à la santé mitochondriale.

Désacétylation des enzymes métaboliques médiée par SIRT3

SIRT3 est la principale désacétylase mitochondriale. Elle élimine les groupes acétyles des résidus de lysine sur les protéines cibles tout en dépendant du NAD. Des études démontrent l'importance de SIRT3 grâce à des expériences d'inactivation. Les souris dépourvues de SIRT3 présentent une acétylation beaucoup plus élevée de nombreuses protéines mitochondriales. ^[12] . Cela conduit à de multiples problèmes tant au niveau cellulaire qu’au niveau de l’organisme.

Cette désacétylase dépendante du NAD affecte les enzymes des principales voies métaboliques. SIRT3 améliore l'efficacité de la chaîne de transport d'électrons [lien_1] en désacétylant et en activant des parties du complexe I (NDUFA9) et du complexe II (SDHA). Ces modifications améliorent la respiration mitochondriale. ^[5] . La façon dont SIRT3 désacétyle le SDHA se distingue car elle ouvre la poche du site actif et stimule l'activité enzymatique ^[5] . La protéine contrôle également la pyruvate déshydrogénase (PDH). Celle-ci contribue à la conversion du pyruvate en acétyl-CoA et favorise l'utilisation du glucose de la glycolyse anaérobie au métabolisme aérobie. ^[5] .

SIRT3 améliore la production d'énergie en désacétylant et en activant :

• Acyl-CoA déshydrogénase à longue chaîne pour stimuler la β-oxydation des acides gras

• Acétyl-CoA synthétase 2 (AceCS2) pour augmenter la production d'acétyl-CoA pendant les jeûnes longs

• Isocitrate déshydrogénase 2 (IDH2) et d'autres enzymes du cycle TCA pour générer plus de NADH

SIRT3 protège également contre le stress oxydatif et la mort cellulaire. Il désacétyle la cyclophiline D (CypD), ce qui empêche l'ouverture des pores de transition de perméabilité mitochondriale et prévient la mort cellulaire sous stress oxydatif. ^[5] . De plus, elle joue un rôle essentiel dans la mitophagie, la destruction ciblée des mitochondries endommagées. Des recherches montrent qu'une augmentation du nombre de SIRT3 peut résoudre les problèmes mitochondriaux dans les modèles de cardiopathie diabétique. Ces bénéfices diminuent lorsque la mitophagie cesse de fonctionner. ^[5] .

SIRT5 et désuccinylation dans le cycle de l'urée

La SIRT3 agit principalement sur l'acétylation des protéines, tandis que la SIRT5 possède des activités enzymatiques spécifiques. Elle agit comme désuccinylase, démalonylase et déglutarylase. ^[6] . Ces fonctions permettent à SIRT5 d'éliminer les groupes succinyle, malonyle et glutaryle des résidus de lysine sur les protéines cibles.

La SIRT5 contrôle le cycle de l'urée, ce qui contribue à éliminer l'ammoniac toxique lors du métabolisme des acides aminés. La carbamoyl phosphate synthase 1 (CPS1) est une cible privilégiée. Cette enzyme déclenche la première étape du cycle de l'urée. ^[5] . SIRT5 active CPS1 par désuccinylation, ce qui aide à éliminer l'ammoniac pendant le jeûne ^[13] . Les souris déficientes en SIRT5 montrent pourquoi cela est important : elles ont 30 % d'activité CPS1 en moins et trop d'ammoniac pendant le jeûne ^[6] .

SIRT5 régule également une autre enzyme clé du cycle de l'urée, l'argininosuccinate synthase (ASS1). Des études récentes utilisant le marquage isotopique stable ont révélé plusieurs sites de succinylation sur ASS1, contrôlés par SIRT5. ^[14] . Les modifications apportées à ces sites ont considérablement réduit l'activité enzymatique de l'ASS1, prouvant que la succinylation affecte directement le fonctionnement de l'enzyme. ^[14] . Les souris sans SIRT5 tolèrent mal l'ammoniac, mais cette tolérance s'améliore avec ASS1 normal. La version modifiée ne présente pas la même amélioration. ^[14] .

SIRT5 cible également les protéines des membranes mitochondriales, en particulier celles de la chaîne de transport d'électrons. Des études utilisant la spectrométrie de masse montrent que Le complexe I est désuccinylé par SIRT5 souvent ^[15] . Les cellules dépourvues de SIRT5 présentent des problèmes de respiration induite par les complexes I et II. Elles présentent également une activité enzymatique réduite dans le complexe II et l'ATP synthase. ^[15] .

Ces deux protéines ont besoin de NAD pour fonctionner, ce qui relie leur activité aux taux cellulaires de NAD. Un faible taux de NAD mitochondrial peut perturber ces systèmes de contrôle et entraîner des problèmes métaboliques. Ce besoin direct de NAD fait des sirtuines mitochondriales des liens essentiels entre l'état énergétique cellulaire et le contrôle métabolique. Cela révèle une autre facette de la biologie du NAD, au-delà de son rôle dans les réactions d'oxydoréduction.

Enzymes et isoformes de biosynthèse du NAD

La machinerie enzymatique qui produit le NAD agit par différentes voies pour maintenir l'équilibre des taux de NAD dans les compartiments cellulaires. Ces enzymes spécialisées et leurs variantes forment un réseau complexe. Ce réseau contribue au maintien des réserves compartimentées de NAD, évoquées précédemment.

Localisation des isoformes NAMPT et NMNAT

La nicotinamide phosphoribosyltransférase (NAMPT) est l'enzyme clé qui contrôle la Voie de récupération du NAD . Elle convertit la nicotinamide (NAM) en nicotinamide mononucléotide (NMN). Les scientifiques ont d'abord découvert la NAMPT dans Haemophilus ducreyi En 2001, les formes bactérienne et mammalienne de NAMPT sont remarquablement similaires, ce qui suggère son origine ancienne. Les taux de NAMPT varient considérablement selon les tissus. Le tissu adipeux brun, le foie et les reins présentent les taux les plus élevés. Le cœur présente des taux moyens. Le tissu adipeux blanc, les poumons, la rate, les testicules et les muscles squelettiques présentent des taux faibles. ^[16] .

Le NAMPT apparaît dans les parties cytoplasmiques et mitochondriales de la cellule ^[17] . Les hépatocytes HepG2 présentent un schéma intéressant : le NAMPT se trouve principalement dans le noyau ( 84 % des cellules ) et n'apparaît dans le cytoplasme que dans 6 % des cellules ^[4] . La distribution varie selon le type et l'état cellulaire. Dans les préadipocytes 3T3-L1, la NAMPT est présente dans 62 % des noyaux et 25 % du cytoplasme. Cependant, lorsque ces cellules deviennent adipeuses, la NAMPT migre presque entièrement vers le noyau (> 99 % des cellules). ^[4] .

Les nicotinamide mononucléotide adénylyltransférases (NMNAT) assurent l'étape finale de la synthèse du NAD en convertissant le NMN en NAD. Les mammifères possèdent trois variantes de NMNAT, chacune présente dans différentes parties de la cellule :

• NMNAT1 : Situé dans le noyau ^[18]

• NMNAT2 : Trouvé à l'interface cytoplasmique du complexe de Golgi ^[18]

• NMNAT3 : Présent dans les mitochondries ^[18]

La localisation de chaque variant suggère qu'ils jouent un rôle unique dans différentes parties de la cellule. NMNAT3 se distingue comme la seule enzyme productrice de NAD présente de manière constante dans la matrice mitochondriale. ^[19] . Cela nous indique que le NMN doit être l'élément constitutif de la production de NAD dans les mitochondries. L'absence d'autres enzymes productrices de NAD dans les mitochondries signifie que la cellule doit importer des précurseurs pour produire du NAD localement.

Efficacité cinétique de NMNAT1 par rapport à NMNAT3

Les trois variants de NMNAT fonctionnent de manière très différente. NMNAT1, qui agit dans le noyau, est beaucoup plus efficace que les autres. NMNAT3, qui agit dans les mitochondries, est le moins efficace. ^[2] . L'efficacité de NMNAT1 se reflète dans sa valeur Km de environ 20,1 μM ^[2] , ce qui le rend bien meilleur dans son travail que NMNAT3.

NMNAT3 possède cependant ses propres caractéristiques. Alors que NMNAT1 produit principalement du NAD+, NMNAT3 peut également produire du NADH directement à partir du nicotinamide mononucléotide réduit (NMNH). ^[18] . Il pourrait s'agir d'une nouvelle méthode de production de NAD, inconnue jusqu'alors. NMNAT3 gère également mieux les substrats modifiés que d'autres variants. ^[18] .

Ces variants utilisent également des nucléotides différents de manières différentes. Ils utilisent tous l'ATP comme substrat principal, mais NMNAT3 peut également bien fonctionner avec l'ITP. ^[3] , contrairement aux autres. NMNAT3 peut utiliser le GTP et l'ITP pour fabriquer des composés alternatifs appelés NGD et NHD ^[20] .

La façon dont ces enzymes se lient aux molécules les distingue également. NMNAT1 et NMNAT2 se lient d'abord à l'ATP, puis au NMN. NMNAT3 fait l'inverse : d'abord au NMN, puis à l'ATP. ^[3] . Cette différence pourrait expliquer pourquoi la synthèse du NAD mitochondrial et non mitochondrial fonctionne différemment.

La moindre efficacité de NMNAT3 pourrait être due au fait que la nature maintient la séparation des réserves de NAD mitochondriales et cytosoliques. Cela contribue à maintenir les rapports NAD/NADH uniques observés dans ces différentes parties de la cellule.

Mécanismes de transport des précurseurs du NAD

Les précurseurs du NAD traversent les membranes cellulaires de manière complexe, un sujet important mais controversé en biologie du NAD. Bien que le NAD+ ne puisse pas traverser directement les membranes plasmiques, ses précurseurs utilisent différentes méthodes de transport pour pénétrer dans les cellules et les organites. Ces précurseurs contribuent au maintien des réserves de NAD dans différents compartiments cellulaires.

ORL et CD73 dans la captation de NR et NMN

Les cellules absorbent les précurseurs du NAD par de multiples voies que les scientifiques étudient encore intensivement. Nicotinamide riboside (NR) pénètre principalement par les transporteurs de nucléosides équilibrants (ENT), comme le montrent les études de sensibilité aux médicaments ^[21] . Une fois à l'intérieur, des enzymes appelées nicotinamide riboside kinases (NRK1/2) convertissent le NR en NMN, ce qui contribue ensuite à la production de NAD. ^[22] .

Les scientifiques ont deux idées concurrentes sur la façon dont le nicotinamide mononucléotide (NMN) pénètre dans les cellules :

1. Voie indirecte : le NMN doit être converti en NR à l'extérieur de la cellule par une enzyme appelée CD73 avant que les ENT puissent le transporter à l'intérieur ^[21] . Cette idée a été soutenue lorsque les scientifiques ont constaté que la suppression de NRK1 (qui transforme NR en NMN) empêchait l'augmentation du NAD+ dans certains tissus après l'administration de NMN ^[23] .

2. Voie directe : le NMN pénètre directement dans les cellules via des transporteurs spécifiques. Les scientifiques ont réalisé une avancée majeure en découvrant SLC12A8, qui pourrait être un transporteur spécifique du NMN, abondant dans l'intestin grêle. ^[24] . Leurs recherches ont montré que l'élimination de SLC12A8 arrêtait l'absorption de NMN dans les cultures cellulaires et chez les souris. ^[9] .

Cette découverte a suscité un vif débat. Certains scientifiques se demandent si les méthodes utilisées pourraient réellement prouver le transport direct du NMN. Ils mettent en avant des preuves suggérant que le NMN doit d'abord devenir NR. ^[9] . Le débat s'est intensifié lorsque différentes études se sont opposées sur le rôle de CD73. L'une d'elles a conclu que CD73 était essentiel. ^[9] , tandis qu'un autre a suggéré que cela n'était pas du tout nécessaire pour l'absorption du NMN ^[9] .

De nouvelles études métabolomiques apportent une explication plus nuancée, suggérant que les deux voies pourraient agir simultanément. Les scientifiques ont constaté que la réduction de CD73 dans les cellules A549 entraînait une augmentation de la production de NAD+ après traitement par NMN, ce qui suggère que l'absorption directe de NMN se produit parallèlement à la conversion de CD73. ^[25] . Lorsqu'ils ont tracé les isotopes, ils ont constaté que le NMN oral augmentait rapidement les niveaux de NMN dans l'intestin grêle avant toute modification des niveaux de NR, ce qui soutient l'absorption directe ^[25] .

Mécanismes non résolus de l'importation mitochondriale du NMN

Le transport des précurseurs du NAD dans les mitochondries ajoute une nouvelle pièce du puzzle. Les scientifiques pensaient que les mammifères ne possédaient pas les transporteurs mitochondriaux du NAD présents dans les levures et les plantes. ^[2] . Cela signifiait que les précurseurs cytosoliques du NAD devaient se transformer en formes spécifiques pour traverser la membrane mitochondriale.

De plus en plus de preuves indiquent que le NMN est le principal précurseur de la synthèse du NAD dans les mitochondries. Les scientifiques ont utilisé un système de détection spécifique basé sur l'activité de la poly(ADP-ribose) polymérase mitochondriale et ont découvert que les précurseurs externes se transforment en NMN dans le cytosol avant de pénétrer dans les mitochondries. ^[26] . Les niveaux de NMN dans les mitochondries sont 1,5 à 2,0 fois plus élevés que dans le cytoplasme, ce qui suggère un transport actif ^[2] .

Une avancée majeure a été réalisée avec la découverte de SLC25A51 (MCART1), le premier transporteur NAD+ confirmé dans les mitochondries des mammifères. ^[9] . Trois études distinctes ont montré que les cellules sans SLC25A51 présentaient des taux mitochondriaux de NAD+ bien inférieurs, une activité réduite du cycle TCA et une respiration mitochondriale moins bonne. ^[8] . Ce transporteur déplace le NAD+ à travers la membrane mitochondriale interne pour assurer une quantité suffisante de NAD+ pour les réactions redox importantes.

Les scientifiques ont examiné les transporteurs mitochondriaux et ont trouvé SLC25A45, qui pourrait être un transporteur spécifique pour NMN ^[1] . Lorsqu'ils ont réduit SLC25A45, les niveaux de NMN mitochondrial ont chuté de manière significative tandis que les niveaux de NAD+ ont chuté modérément ^[1] . SLC25A45 a affecté le NMN plus que le NAD+ par rapport à SLC25A51, ce qui suggère que ces molécules utilisent des méthodes de transport différentes ^[1] .

Ces résultats montrent comment le transport des précurseurs du NAD fonctionne à plusieurs niveaux et varie selon le type de tissu, ce qui affecte le métabolisme du NAD et la fonction mitochondriale dans tout le corps.

Régulation circadienne de la biosynthèse du NAD

Le métabolisme cellulaire et les rythmes circadiens de l'organisme sont interconnectés par un réseau de régulation complexe impliquant la biosynthèse du NAD. Cela crée une relation bidirectionnelle où les horloges circadiennes contrôlent les niveaux de NAD, qui affectent ensuite la gestion des processus métaboliques par les mitochondries.

Boucle de rétroaction CLOCK/BMAL1 et NAMPT

Le mécanisme central de l'horloge circadienne contrôle la biosynthèse du NAD en régulant la nicotinamide phosphoribosyltransférase (NAMPT), enzyme limitant la vitesse de la voie de récupération du NAD. Des recherches montrent que la NAMPT présente des profils d'expression quotidiens clairs dans le foie et le tissu adipeux blanc de souris. Ces profils atteignent leur maximum à la tombée de la nuit (heure 14). ^[7] . L'oscillation continue même dans l'obscurité constante, ce qui confirme sa véritable nature circadienne ^[7] .

Les facteurs de transcription circadiens CLOCK et BMAL1 se combinent pour former un hétérodimère qui se lie aux motifs E-box de la région promotrice de NAMPT. Les scientifiques ont confirmé ce résultat par des études d'immunoprécipitation de la chromatine. ^[7] . La force de liaison varie au fil du temps, avec des signaux plus forts au CT6 qu'au CT15 ^[7] .

Cette voie crée une boucle de rétroaction enzymatique et transcriptionnelle. Les niveaux de NAD activent la désacétylase SIRT1 dépendante du NAD, qui interagit avec CLOCK:BMAL1 au niveau du promoteur NAMPT. ^[27] . SIRT1 contrôle les niveaux de sa propre coenzyme de cette façon ^[27] . Les scientifiques ont découvert que l'utilisation du FK866 pour inhiber la NAMPT augmente la transcription des gènes cibles induite par CLOCK:BMAL1. Ceci montre qu'une biosynthèse plus faible du NAD libère CLOCK:BMAL1 de la suppression dépendante de SIRT1. ^[7] .

L'oscillation NAD comme oscillateur métabolique

L'expression rythmique de NAMPT conduit à des oscillations correspondantes dans les niveaux cellulaires de NAD, qui fonctionnent comme un « oscillateur métabolique » ^[28] . Le foie de souris présente des concentrations de NAD avec un rythme circadien bimodal correspondant aux concentrations de protéine NAMPT. Les concentrations les plus faibles sont observées sur 24 heures. ^[7] . Les niveaux de NAD augmentent de 40 à 53 % par rapport à la valeur de base au cours de ces cycles quotidiens, restant dans les plages physiologiques normales ^[7] .

Des problèmes avec le mécanisme d'horloge central affectent les oscillations du NAD. Horloge Δ19 mutant et Les souris déficientes en Bmal1 présentent une expression réduite de NAMPT et des niveaux de NAD tout au long du cycle lumière-obscurité ^[7] . Les souris sans CRY1 et CRY2 (qui suppriment normalement CLOCK:BMAL1) présentent une expression de NAMPT et des niveaux de NAD plus élevés ^[7] .

Les scientifiques ont découvert que cette régulation varie selon le type de tissu. Le tissu adipeux brun a besoin de NAMPT pour maintenir l'amplitude de son horloge. Le tissu adipeux blanc en dépend modérément, tandis que le muscle squelettique ne perçoit pratiquement pas de perte de NAMPT. ^[29] . La NAMPT coordonne également les oscillations intermédiaires du cycle TCA, spécifiquement dans le tissu adipeux brun. La déplétion en NAD interrompt complètement ces rythmes métaboliques. ^[29] .

L'utilisation de précurseurs du NAD comme le nicotinamide riboside peut aider à restaurer la fonction circadienne perturbée, ce qui met en évidence le rôle du métabolisme du NAD dans le bon chronométrage biologique ^[29] .

Potentiel thérapeutique des intermédiaires du NAD

Les recherches sur les intermédiaires du NAD en tant qu’agents thérapeutiques ont montré des résultats prometteurs pour traiter les troubles métaboliques, en particulier le diabète sucré de type 2 (DT2) et les maladies liées à l’âge.

NMN et NR dans les modèles de diabète de type 2

Les précurseurs du NAD ont montré des résultats remarquables dans le rétablissement de l'équilibre glycémique dans les modèles diabétiques. L'administration de NMN a restauré la sécrétion d'insuline stimulée par le glucose des cellules β et a stimulé la sensibilité hépatique et musculaire à l'insuline chez des souris diabétiques soumises à un régime riche en graisses (HFD). ^[10] . Les suppléments NR ont également réduit l'obésité chez les souris nourries avec un régime riche en lipides, amélioré la sensibilité à l'insuline et corrigé les profils lipidiques indésirables. ^[10] .

Ces bienfaits se manifestent par l'activation de SIRT1 et SIRT3. Des taux intracellulaires élevés de NAD activent SIRT1 après administration de NR, ce qui favorise la désacétylation de FOXO1 et active SOD2. SIRT3 stimule simultanément la désacétylation de SOD2 et de NDUFA9. ^[11] . Ensemble, ces processus stimulent la fonction mitochondriale et réduisent le stress oxydatif.

Les études cliniques sont encore récentes et présentent des résultats mitigés. L'administration orale de NMN (250 mg/jour pendant 10 semaines) a stimulé la sensibilité musculaire à l'insuline chez des femmes prédiabétiques. ^[30] . Les résultats ont montré une augmentation de 5 fois de la concentration d'insuline après deux mois d'administration de NMN (de 6,95 μUI/mL à 39,2 μUI/mL) ^[30] .

Supplémentation à long terme et santé mitochondriale

Précurseurs du NAD Une prise prolongée de NMN apporte des bénéfices mitochondriaux spécifiques. L'utilisation à long terme de NMN corrige la résistance à l'insuline liée à l'âge et maintient la capacité respiratoire mitochondriale du muscle squelettique. ^[11] . Le NMN a restauré les niveaux de NAD+ et les marqueurs de la fonction mitochondriale qui diminuent généralement avec l'âge chez les souris âgées ^[10] .

Malgré des études animales encourageantes, les essais sur l'homme produisent souvent des résultats différents. Une étude de 5 mois sur la supplémentation en NR chez l'homme a stimulé la biogenèse mitochondriale musculaire par les voies SIRT1/ERRα/TFAM/MFN2. ^[31] . Cette amélioration de la fonction mitochondriale n'a étonnamment pas conduit à une meilleure sensibilité à l'insuline ou à une meilleure santé métabolique. ^[31] .

Plusieurs essais cliniques utilisant différents précurseurs de NAD à diverses doses (100-2000 mg/jour) pendant 6 à 20 semaines ont montré des effets incohérents sur les marqueurs métaboliques tout en augmentant de manière fiable les niveaux de NAD+ ^[32] . L’écart entre les résultats obtenus sur les animaux et sur les humains souligne la nécessité d’essais cliniques plus vastes et plus longs pour trouver les doses optimales et les populations cibles.

Techniques de mesure des niveaux de NAD mitochondrial

Les scientifiques sont confrontés à des défis analytiques uniques lorsqu'ils tentent de mesurer les réserves de NAD mitochondriales, car ces réserves varient constamment et se trouvent dans différentes parties des cellules. Plusieurs techniques ont été développées pour résoudre ces problèmes de mesure. Chacune offre des avantages distincts pour calculer ce cofacteur métabolique essentiel.

Dosage du cycle enzymatique pour la quantification du NAD

Les scientifiques peuvent utiliser les dosages par cyclage enzymatique comme moyen simple et efficace de déterminer le NAD+ sans séparation chromatographique. Cette méthode relie deux réactions. La lactate déshydrogénase réduit le NAD+ en NADH en utilisant le lactate comme réducteur terminal. Ensuite, la diaphorase oxyde le NADH en NAD+ tout en réduisant la résazurine en résorufine, un composé fluorescent. ^[33] . Le NAD+ agit comme un catalyseur dans ce système, de sorte qu'une molécule peut générer plusieurs signaux fluorescents qui fournissent une amplification substantielle ^[33] .

Le test cyclique présente une sensibilité remarquable et peut détecter des concentrations de NAD+ aussi faibles que 10 nM, ce qui signifie mesurer seulement 1 pmol dans un échantillon de 100 μL. ^[33] . Les scientifiques peuvent mesurer chaque forme de manière sélective grâce à des protocoles d'extraction acide (qui préserve le NAD+) et d'extraction basique (qui préserve le NADH). ^[33] . Cette technique donne des résultats rapides en utilisant des équipements de laboratoire standard comme les lecteurs de plaques de fluorescence. ^[34] .

Les tests de cycle enzymatique traditionnels restent populaires car ils sont abordables, très sensibles et accessibles à un plus grand nombre de personnes. ^[35] . Cependant, ces méthodes présentent des inconvénients : elles donnent des mesures indirectes qui nécessitent des manipulations enzymatiques complexes et des étapes de chauffage. ^[35] .

Dilution isotopique et analyse HPLC-MS

La dilution isotopique combinée à la spectrométrie de masse offre une autre approche d'une précision exceptionnelle. Les scientifiques utilisent le NAD+ marqué par un isotope stable (13C5-NAD+ ou 13C/15N-NAD+ entièrement marqué) comme étalon interne. ^[34] . Le rapport entre le NAD+ endogène et le NAD+ marqué par isotope fournit alors une quantification absolue ^[12] .

Les techniques HPLC-MS/MS présentent une sensibilité impressionnante. Elles permettent de détecter le NAD à des concentrations aussi faibles que 37 fmol (25 pg) avec une linéarité de 25 pg à 20 ng. ^[12] . Les méthodes actuelles utilisent généralement :

• Chromatographie liquide à interaction hydrophile zwitterionique (HILIC) avec spectrométrie de masse en tandem ^[14]

• Chromatographie en phase inverse par appariement sans ions utilisant des colonnes C18 ^[35]

Le plus grand avantage des méthodes isotopiques vient de la capacité de la technologie moderne de spectrométrie de masse à détecter des quantités inférieures à la picomole tout en corrigeant automatiquement les pertes d'échantillons grâce à la normalisation interne. ^[33] . La séparation chromatographique sépare efficacement le NAD+ des métabolites apparentés, ce qui empêche l'interférence du NADP, du NADPH ou d'autres nucléotides. ^[15] .

Des biocapteurs fluorescents génétiquement codés, comme le SoNar à compartiments ciblés, ont fait leur apparition. Ces biocapteurs permettent une mesure précise des rapports NAD+/NADH avec une résolution subcellulaire dans les cellules vivantes. Cette avancée surmonte les limites des procédures d'extraction destructives susceptibles d'altérer les états redox. ^[6] .

Conclusion

NAD et mitochondries : nouvelles frontières en bioénergétique

Notre analyse approfondie de la biologie du NAD et de la fonction mitochondriale révèle des thèmes clés sur les mécanismes de production d'énergie cellulaire. Le NAD ne se limite pas à son rôle traditionnel de cofacteur redox : il agit comme une molécule de signalisation reliant l'état métabolique aux réponses cellulaires adaptatives. La compartimentation des réserves de NAD illustre la stratégie naturelle qui aide les cellules à maintenir des environnements redox distincts dans les domaines subcellulaires tout en protégeant la fonction mitochondriale en cas de stress.

Les sirtuines mitochondriales jouent un rôle crucial entre la disponibilité du NAD et la régulation métabolique. SIRT3 et SIRT5 agissent comme des capteurs métaboliques qui transforment les variations du taux de NAD en réponses enzymatiques adéquates par le biais d'activités de désacétylation et de désuccinylation. Ce réseau de régulation complexe s'étend aux mécanismes circadiens. Les facteurs de transcription CLOCK/BMAL1 créent des boucles de rétroaction avec l'expression de NAMPT qui régulent les fluctuations quotidiennes du taux de NAD et synchronisent le métabolisme avec les cycles environnementaux.

Les scientifiques ont découvert des transporteurs spécifiques : SLC25A51 pour le NAD+ et possiblement SLC25A45 pour le NMN. Ces découvertes répondent à des questions de longue date sur le déplacement des précurseurs du NAD entre les compartiments cellulaires. Elles révèlent la complexité du maintien du NAD mitochondrial et mettent en évidence la relation subtile entre les pools de NAD cytosoliques et mitochondriaux.

Les intermédiaires du NAD sont prometteurs comme outils thérapeutiques, mais leur passage des études animales aux traitements humains pose des difficultés. Les précurseurs du NAD restaurent systématiquement la fonction mitochondriale dans les modèles de diabète et de vieillissement, mais les essais cliniques sur l'homme donnent des résultats mitigés. Ces différences suggèrent la nécessité d'approches sur mesure tenant compte des variations métaboliques individuelles et des besoins spécifiques des tissus en NAD.

Les techniques analytiques modernes continuent d'approfondir notre compréhension de la biologie du NAD mitochondrial. Des outils allant des dosages du cycle enzymatique à la spectrométrie de masse à dilution isotopique offrent des mesures précises de la dynamique subcellulaire du NAD. Ces avancées contribueront sans aucun doute aux futures découvertes sur le rôle du NAD dans la santé mitochondriale et le développement des maladies.

La relation complexe entre le NAD et les mitochondries mérite d'être étudiée plus en détail. La recherche devrait explorer les mécanismes de régulation tissulaire spécifiques du NAD, son rôle potentiel dans la communication intercellulaire et les systèmes de délivrance ciblés afin d'améliorer l'efficacité thérapeutique. Ce domaine est propice aux découvertes susceptibles de révolutionner notre approche des troubles métaboliques, des maladies neurodégénératives et des pathologies liées à l'âge, où le dysfonctionnement mitochondrial joue un rôle clé.

FAQ

Q1. Quel est le rôle du NAD dans la production d’énergie mitochondriale ? Le NAD joue un rôle crucial en tant que cofacteur redox dans le métabolisme mitochondrial. Il participe au cycle TCA et à la chaîne de transport d'électrons, facilitant la production d'ATP. Le NAD+ absorbe les électrons des substrats métaboliques et se convertit en NADH, qui cède ensuite des électrons à la chaîne de transport d'électrons pour stimuler la synthèse d'ATP.

Q2. En quoi les niveaux de NAD mitochondrial diffèrent-ils des niveaux cytoplasmiques ? Les réserves de NAD mitochondriales sont compartimentées et maintenues séparément de la NAD cytoplasmique. Le rapport NAD+/NADH dans les mitochondries est généralement de 7 à 8, tandis que les rapports cytoplasmiques peuvent varier de 60 à 700. Cette compartimentation permet aux mitochondries de maintenir leurs concentrations de NAD même en cas de déplétion de NAD cytoplasmique.

Q3. Que sont les sirtuines et quel est leur lien avec la fonction mitochondriale ? Les sirtuines sont des enzymes dépendantes du NAD qui régulent divers processus cellulaires. Dans les mitochondries, SIRT3 et SIRT5 jouent un rôle clé. SIRT3 désacétyle et active les enzymes métaboliques, améliorant ainsi la production d'énergie et la résistance au stress oxydatif. SIRT5 régule le cycle de l'urée par désuccinylation. Ces sirtuines relient la disponibilité du NAD à la régulation métabolique et à la santé mitochondriale.

Q4. Comment le rythme circadien affecte-t-il la biosynthèse du NAD ? La biosynthèse du NAD est régulée par les rythmes circadiens via les facteurs de transcription CLOCK/BMAL1. Ces facteurs contrôlent l'expression de NAMPT, l'enzyme limitant la récupération du NAD. Cela crée une boucle de rétroaction où les taux de NAD fluctuent quotidiennement, influençant les processus métaboliques au sein des mitochondries et synchronisant le métabolisme avec les cycles environnementaux.

Q5. Quel est le potentiel thérapeutique des précurseurs du NAD ? Les précurseurs du NAD comme le NMN et le NR sont prometteurs dans le traitement des troubles métaboliques et des affections liées à l'âge. Dans des modèles animaux, ils ont démontré leur capacité à améliorer la sensibilité à l'insuline, à réduire le stress oxydatif et à améliorer la fonction mitochondriale. Cependant, les essais cliniques sur l'homme ont donné des résultats mitigés, soulignant la nécessité de poursuivre les recherches pour optimiser le dosage et identifier les populations cibles appropriées.

Références

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